Molekulare Untersuchung fossiler Eierschalen enthüllt verborgene Abstammungslinie eines ausgestorbenen Riesenvogels

Nature Communications Band 14, Artikelnummer: 914 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Die Systematik der ausgestorbenen Elefantenvögel Madagaskars bleibt aufgrund großer Lücken im Fossilienbestand und der mangelhaften biomolekularen Erhaltung von Skelettproben umstritten. Hier liefert eine molekulare Analyse 1000 Jahre alter fossiler Eierschalen die erste Beschreibung der Phylogeographie von Elefantenvögeln und bietet Einblicke in die Ökologie und Entwicklung dieser flugunfähigen Riesen. Mitochondriale Genome aus ganz Madagaskar zeigen genetische Variationen, die mit der Eierschalenmorphologie, der stabilen Isotopenzusammensetzung und der geografischen Verteilung korrelieren. Die Elefantenvogelkrone ist auf ca. datiert. 30 Mya, als Madagaskar schätzungsweise weniger trocken wurde, als es sich nach Norden bewegte. Ein hohes Maß an genetischer Variation zwischen den Kladen unterstützt die Neuklassifizierung von Mullerornis in eine separate Familie. Geringe genetische Variationen innerhalb der Gruppe deuten darauf hin, dass es im Süden Madagaskars während des Holozäns nur zwei Gattungen von Elefantenvögeln gab. Wir finden jedoch eine Eierschalensammlung aus dem hohen Norden Madagaskars, die eine einzigartige Abstammungslinie von Aepyornis darstellt. Darüber hinaus fällt die Divergenz innerhalb von Aepyornis mit der Austrocknung Madagaskars während des frühen Pleistozäns ca. zusammen. 1,5 Ma und steht im Einklang mit der Fragmentierung der Populationen im Hochland, die die Diversifizierung und die Entwicklung extremen Gigantismus über kurze Zeiträume hinweg vorantreibt. Wir plädieren für eine Überarbeitung ihrer Taxonomie, die paläogenomische und paläoökologische Perspektiven integriert.

Die Elefantenvögel Madagaskars (Aves: Aepyornithidae) waren große, flugunfähige Laufvögel, die vor etwa einem Jahrtausend ausstarben. Die Verwandtschaft von Elefantenvögeln mit anderen Vögeln blieb ein Rätsel, bis mehrere genetische Studien ergaben, dass sie Schwestern des neuseeländischen Kiwis sind1,2,3, was unser Verständnis der Vogeldiversifizierung revolutionierte. Allerdings sind die Artenvielfalt und die evolutionären Beziehungen innerhalb von Elefantenvögeln seit ihrer Erstbeschreibung vor über 150 Jahren ungewiss und instabil4, da die meisten Arten nur aus wenigen unvollständigen postkraniellen Skelettresten aus dem Pleistozän und Holozän aus Süd- und Zentralmadagaskar bekannt sind5,6, 7 (Abb. 1a und ergänzende Daten 1). Ungefähr acht Arten von Elefantenvögeln aus zwei Gattungen wurden aufgrund eines morphologischen Vergleichs von Skelettfossilien allgemein akzeptiert4 (Abb. 1c), aber eine kürzlich durchgeführte morphometrische Neubewertung des Skelettmaterials6,7 klassifizierte Elefantenvögel in vier Arten aus drei Gattungen (Aepyornis, Mullerornis). und eine neue Gattung, Vorombe). Diese Überarbeitung bleibt jedoch fraglich: Homoplasie in morphologischen Merkmalen, die durch konvergente Evolution entstanden ist, bedeutet, dass die postkranielle Skelettmorphologie die Artengrenzen innerhalb ausgestorbener Laufvogeltaxa8 sowie die evolutionären Beziehungen zwischen ihnen nur unzureichend unterscheidet. Alternativ hat sich die Verwendung alter DNA (aDNA) als äußerst erfolgreich bei der Abgrenzung von Grenzen ausgestorbener Vogelarten, phylogenetischen Beziehungen und geografischen Verbreitungsgebieten erwiesen8,9,10,11,12 und bestätigt die Systematik von Elefantenvögeln durch molekulare Methoden lange überfällig. Obwohl die warme, feuchte Umgebung Madagaskars für die Erhaltung von aDNA in Knochen nicht optimal ist13, wurde sie aus der Eierschale von Elefantenvögeln gewonnen3,14, die in Hülle und Fülle vorkommt, während Skelettfossilien seltener vorkommen15. Mithilfe der Mikromorphologie der Eierschalen, der Geochemie stabiler Isotope und der Paläoproteomik beschreiben wir hier die erste phylogeografische Untersuchung von Elefantenvögeln unter Verwendung der gesamten mitochondrialen aDNA der Eierschale, um die Taxonomie und Evolutionsgeschichte der Elefantenvögel erneut zu untersuchen. Als Insel mit einem hohen Endemismusniveau ist Madagaskar ein Modellsystem für die Untersuchung der Mechanismen, die der Evolution und dem Aussterben zugrunde liegen, und die mangelnde Aufklärung über die Lebensgeschichte der größten Vögel der Welt stellt eine große Lücke in unserem Verständnis dar.

eine Karte von Madagaskar, die den geografischen Standort der gesammelten (kleine Kreise) und analysierten Eierschalenproben (größere Kreise mit Rand) zeigt. Proben mit genetischen Daten werden durch ihre ID-Nummer dargestellt und die Dicke der Probe ist proportional zum rechts daneben dargestellten Symbol. Der Standort fossiler Exemplare von Aepyornithiden (Diamanten) und Müllerornithiden (Quadraten) wird angezeigt (Abb. 1c; Ortsdaten und Referenzen finden Sie in den Zusatzdaten 1). Proben, für die DNA-Daten verfügbar waren, sind gelb gefärbt, einschließlich der vier zuvor veröffentlichten Genome, die aus Knochenproben entnommen wurden. Hochgestellte Zeichen neben den Exemplaren verweisen auf die Literatur, in der zuvor genetische Daten für diese Exemplare veröffentlicht wurden. Die vereinfachte Topographie der Landschaft wird mit durch feine Linien dargestellten Flüssen dargestellt (angepasst von https://commons.wikimedia.org/wiki/File:Madagascar_rivers.svg unter CC BY-SA 3.0, https://creativecommons.org/licenses/ by-sa/3.0/deed.en; Flussnamen weggelassen) und Biome, die durch Grautöne dargestellt werden (angepasst von Brown et al.93 unter CC BY 4.0). b Die Verteilung der Eierschalendicke ergibt sich aus der Gesamtzahl der im Norden und Süden Madagaskars gesammelten Eierschalen. Die Breite der Eierschalen-Silhouetten wird so skaliert, dass sie die mittlere Dicke für den Morphotyp darstellt, und über der X-Achse bei der mittleren Dicke positioniert. Die Breite der farbigen Balken zeigt zwei Standardabweichungen auf beiden Seiten des Mittelwerts. c Taxonomische Überarbeitungen für Elefantenvögel mit hochgestellten Querverweisen auf den ursprünglichen Autor des taxonomischen Namens94,95,96,97,98,99,100. Quelldaten für diese Abbildung finden Sie in den Zusatzdaten 1–4.

Über 960 Eierschalenfragmente von Elefantenvögeln wurden an 291 Orten im Süden, in der Mitte und zum ersten Mal im Norden Madagaskars gesammelt (Abb. 1a und ergänzende Daten 2). 21 neue Radiokarbondaten zeigen, dass die Verteilung der beprobten Eierschalen zeitlich auf die Zeit zwischen 1290 und (mindestens) 6190 Jahren BP beschränkt ist (Ergänzungsdaten 3) und zeitgleich mit den meisten zuvor datierten Knochenproben aus diesen Gebieten ist16 (Ergänzungsdaten 1). Darüber hinaus werden Eierschalenablagerungen in der Nähe von Skelettablagerungen gefunden (Abb. 1a, Zusatzdaten 1), was darauf hindeutet, dass die Eierschalen wahrscheinlich mit denselben Taxa in Zusammenhang stehen, die aus Skelettmaterial beschrieben wurden, das aus denselben geografischen Gebieten stammt. Die jüngste Probe stammt aus dem Jahr 1290 ± 15 Jahre vor Christus, was darauf hindeutet, dass Elefantenvögel zu dieser Zeit noch existierten, aber möglicherweise innerhalb der folgenden paar hundert Jahre ausgestorben sind, was mit anderen Schätzungen übereinstimmt17,18. Messungen der Eierschalendicke zeigen drei Morphotypen: Im Süden wird eine bimodale Verteilung der Dicken beobachtet, wobei jeder Modus separaten Morphotypen der Eierschale entspricht – einer, der im Durchschnitt weniger als 1,1 mm dick ist, und einer, der mehr als das Dreifache beträgt ebenso dick, mit einer mittleren Dicke von 3,32 mm (Abb. 1b). Eierschalen aus dem Norden Madagaskars stellen bisher nicht charakterisierte Fossilien mit einer durchschnittlichen Dicke zwischen den Morphotypen des Südens von 1,95 mm dar (Abb. 1b). Zwei Eierschalenfragmente aus Zentralmadagaskar weisen ebenfalls eine mittlere Dicke auf. Unter Verwendung phylogenetisch korrigierter Regressionen zwischen Eierschalendicke und Eimasse sowie Eierschalendicke und Vogelmasse von 65 Vögeln (Ergänzende Anmerkung 9) schätzen wir, dass die Masse der dünnsten Eier im Leben durchschnittlich 0,86 kg (σ =) betragen hätte 0,24 kg), gelegt von einem Emu-großen Vogel mit einem Gewicht von ca. 41 kg (σ = 14,83 kg). Die dicksten Eier waren mit 10,47 kg (σ = 3,16 kg) schätzungsweise eine Größenordnung schwerer und wurden von einem Vogel mit einem Gewicht von ca. 1000 kg (σ = 413,53 kg) gelegt. Eier mittlerer Dicke wogen durchschnittlich 3,18 kg (σ = 1,01 kg) und wurden von einem ca. 1,5 kg schweren Vogel gelegt. 230 kg (σ = 91,25 kg; Ergänzende Daten 2).

Durch Hybridisierungsanreicherung und Hochdurchsatzsequenzierung von aDNA, die aus Eierschalen jedes Morphotyps aus diesen Regionen extrahiert wurde, haben wir 17 nahezu vollständige (mehr als 14.000 bp, durchschnittliche Abdeckung 27-fach) und vier teilweise (mehr als 8500 bp, durchschnittliche Abdeckung 3-fach) gewonnen. Mitochondriale Genome von Elefantenvögeln (Ergänzungsdaten 4). Diese Genome sowie vier zuvor veröffentlichte Elefantenvogelgenome, die aus Skelettproben 1, 2 stammen, wurden verwendet, um die phylogenetischen Beziehungen zwischen Eierschalen- und Skelettmorphotypen abzuleiten (Abb. 2a). Wir stellen fest, dass mitochondriale Haplotypen, die aus Eierschalen- und Skelettproben stammen, sich in vier klar definierte Kladen gruppieren, die der Dicke der Eierschale und der geografischen Region entsprechen. Mit Unterstützung der Eierschalen-Mikromorphologie, Proteinen und stabilen Isotopen liefern diese Daten zusätzliche Einblicke in die Ökologie und Artbildung von Elefantenvögeln und tragen zu unserem Verständnis darüber bei, wie diese Vögel in die reiche Evolutionsgeschichte Madagaskars passen.

ein mitochondrialer phylogenetischer Konsensbaum für alle hier sequenzierten Eierschalenproben und zuvor aus Knochenproben veröffentlichten Genome. Mit einem Sternchen gekennzeichnete Knoten wiesen sowohl in ML- als auch in Bayes'schen Analysen die höchste Unterstützung auf. Die Zahlen neben den Knoten geben die ML-Bootstrap-Unterstützung und die Bayesian-Posteriori-Wahrscheinlichkeit für die Topologie an. Nicht markierte Knoten hatten eine ML-Unterstützung von <70 %. Hochgestellte Zeichen neben den Exemplaren verweisen auf die Literatur, in der zuvor genetische Daten für diese Exemplare veröffentlicht wurden. b Datierte mitochondriale Phylogenie für die Paläognathae, die im MCMC-Baum unter Verwendung mehrerer repräsentativer Elefantenvogeltaxa erzeugt wurden (siehe auch ergänzende Abbildung 3). Fossil kalibrierte Knoten werden durch ein Uhrensymbol angezeigt und fossile Taxa, die zur Kalibrierung von Knoten verwendet werden, werden durch eine Silhouette dargestellt. Graue Balken stellen 95 % HPDs der Datumsschätzung für den Knoten dar. Der Zeitpunkt wichtiger geologischer und klimatischer Ereignisse ist auf der Zeitleiste unter dem Baum angegeben. Die Eimasse wird durch eiförmige Silhouetten dargestellt, deren Fläche proportional zur Eimasse ist. Die Eimasse für Elefantenvogeltaxa an den Baumspitzen wurde anhand der durchschnittlichen Eierschalendicke für jedes Taxon geschätzt (Ergänzende Anmerkung 9). Der angestammte Zustand der Eimasse an internen Knoten wurde anhand der durchschnittlichen Eierschalendicke für jedes Elefantenvogeltaxon geschätzt. Quelldaten für diese Abbildung finden Sie in den Zusatzdaten 6 und 10–11. Die Silhouetten wurden von Grealy et al.3 mit Genehmigung von Elsevier reproduziert.

Die erste Divergenz innerhalb der Elefantenvogellinie trennt alle Eierschalenexemplare, die dünner als 1,5 mm sind, in einen monophyletischen Cluster mit veröffentlichten Mullerornis-Genomen1,2 aus Knochen und alle Eierschalen mit einer Dicke von mehr als 1,5 mm in einen monophyletischen Cluster mit veröffentlichten Aepyornis hildebrandti, A. maximus und Vorombe-Titan-Genome1,2 (Abb. 2a). Diese Gruppierungen erhalten die höchste statistische Unterstützung sowohl durch Maximum-Likelihood- als auch durch Bayes'sche Ansätze (Abb. 2a) und bestätigen, dass der Morphotyp der dünnen Eierschale mit der grazilen Gattung Mullerornis assoziiert ist. Der durchschnittliche genetische Kimura-2-Parameter-Abstand zwischen diesen beiden Gruppen über eine ~600-bp-Barcode-Region der Cytochromoxidase I (COI) ist mehr als zehnmal größer (11,9 %) als der durchschnittliche genetische Abstand innerhalb jeder Gruppe (ergänzende Abbildung 2 und). Ergänzende Daten 5). Das hohe Maß an Divergenz zwischen diesen Kladen (mehr als das Dreifache des durchschnittlichen genetischen Abstands zwischen Gattungen innerhalb der Familie anderer Laufvögel mit 3,7 % und mehr als das Doppelte des durchschnittlichen genetischen Abstands zwischen Moa-Familien) (ergänzende Abbildung 2) lässt dies stark vermuten gehören zu mehr als einer Familie, obwohl sie derzeit beide als Aepyornithidae klassifiziert werden. Analog zur genetischen Distanz zwischen Emu (Familie Dromaiidae19) und Kasuar (Familie Casuariidae) von 12,8 % plädieren wir dafür, Mullerornis in eine andere, monogenerische Familie namens „Mullerornithidae“ einzuordnen (wie ursprünglich von Charles Lamberton im Jahr 1934 befürwortet20).

Während Proteine ​​typischerweise weniger phylogenetische Signale liefern als alte DNA, haben wir dennoch die in der Eierschalenmatrix konservierten alten Proteine ​​sequenziert, um Aminosäureunterschiede zu untersuchen. Teilsequenzen von mutmaßlich kernkodierten Typ-1- und Typ-2-C-Lectin-Eierschalenproteinen21 (XCA-1, Alle mutmaßlichen Mullerornithiden-Eierschalen (<1,5 mm Dicke) haben ein Histidin am Rest 74 der XCA-1-Anordnung und alle Aepyornithiden-Eierschalen (>1,5 mm Dicke) haben an dieser Stelle ein Tyrosin (Ergänzende Abbildungen 4–5). Darüber hinaus wurde eine Variabilität an den Positionen 62 (G, A) und 65 (E, D) beobachtet, die jedoch durch die Rohdaten der Tandem-Massenspektrometrie schwächer gestützt wird (ergänzende Abbildung 6). Bei Mullerornithiden und Aepyornithiden scheinen Rückstände an den Positionen 26 und 101 in allen anderen Paläognathen zu fehlen, was ihre Schwesterbeziehung stützt. XCA-2-Elefantenvogelsequenzen (ergänzende Abbildungen 5–6) unterstützen auch die Trennung zwischen Aepyornithiden und Mullerornithiden mit zwei Aminosäureunterschieden (123: A, T; 130: P, T). Die Struktur der Elefantenvögel XCA-1 und XCA-2 stimmt weitgehend mit der Struktur von Strauß-Struthiocalcin-1 bzw. Struthiocalcin-2 überein (ergänzende Abbildung 7). Aminosäurereste unterscheiden sich hauptsächlich in flexiblen Regionen, und selbst wenn dies nicht der Fall ist, wird die Sekundärstruktur nicht gestört, was darauf hindeutet, dass diese Mutationen wahrscheinlich keine funktionelle Bedeutung haben.

Um morphologische Merkmale der Eierschale über die Dicke hinaus zu untersuchen, haben wir 20 Eierschalen (Ergänzungsdaten 8) im Mikro-CT gescannt, die jeden Dickenmorphotyp aus jeder Region darstellen. Unterschiede in der Mikrostruktur wurden zwischen, aber nicht innerhalb der beiden Kladen festgestellt, wobei die Porosität von Aepyornithiden-Eierschalen deutlich höher war als die von Mullerornithiden-Eierschalen (p = 0,032, df = 14; Abb. 3 und Ergänzungstabelle 11). Dieser Unterschied ist auf Unterschiede in der Porendichte (p = 0,031, df = 14) und nicht auf Unterschiede im Porenvolumen (p = 0,198, df = 14; Abb. 3 und Ergänzungstabelle 11) zurückzuführen. Typischerweise können Unterschiede in den Poreneigenschaften keine Arten unterscheiden, können aber zur Unterscheidung zwischen paläognathen Ordnungen und Familien innerhalb einer Ordnung genutzt werden22,23,24, was die Annahme, dass die beiden Gattungen zu unterschiedlichen Familien gehören, weiter unterstützt.

ein Balkendiagramm, das die mittlere Porosität, das mittlere „durchschnittliche Volumen pro Pore“ (proportional zur Porenfläche) und die mittlere Porendichte innerhalb des untersuchten ROI jedes Eierschalenmorphotyps vergleicht. Fehlerbalken stellen 95 %-Konfidenzintervalle des Standardfehlers dar. Signifikante Unterschiede (p < 0,013, zweiseitiger Mann-Whitney-U-Test mit Bonferroni-Korrektur, Ergänzungstabelle 11) sind durch ein Sternchen gekennzeichnet. b Repräsentative Mikro-CT-Scans jedes Eierschalenmorphotyps, die die äußere Oberfläche und die inneren Porenstrukturen zeigen. Quelldaten für diese Abbildung finden Sie in den Zusatzdaten 8 und 12.

Die molekulare Datierung geht davon aus, dass die Divergenz zwischen Aepyornithidae und Mullerornithidae vor etwa 30 Ma (95 % HPD 20,6–40,3 Ma; im Einklang mit neueren Studien2,3) nahe der Eozän-Oligozän-Grenze auftrat, einer Zeit deutlicher globaler Abkühlung und Faunawechsel in der Region Nördliche Hemisphäre. Vor dieser Zeit war das Klima Madagaskars weitgehend trocken und die Insel wurde von Dornwäldern dominiert; Als sich Madagaskar über 30° S nach Norden bewegte und sich der Zirkumpolarstrom etablierte2, nahmen die Niederschläge zu und die Reichweite dieses Bioms schrumpfte in Richtung Südwesten25, während die feuchten nördlichen und trockenen westlichen Wälder entstanden und sich ausdehnten26. Die Veränderungen des Paläoklimas und der vorherrschenden Vegetation während dieser Zeit könnten zu einer Divergenz zwischen den beiden Familien der Elefantenvögel geführt haben, wie bei den Lemuren Madagaskars vermutet wurde27.

Die Nischenaufteilung zwischen sympatrischen Aepyornithiden und Müllerornithiden im Süden wird durch die Unterschiede zwischen den Isotopensignaturen ihrer Eierschalen belegt. Signifikante Unterschiede in den stabilen Kohlenstoff- (δ13C), Stickstoff- (δ15N) und Sauerstoff- (δ18O) Isotopenzusammensetzungen sowohl der organischen Substanz als auch der Karbonatfraktion von 130 südlichen Mullerornithiden- und Aepyornithiden-Eierschalen (p < 0,009, df = 149; Abb. 4; Ergänzende Abbildungen 9–10, ergänzende Daten 9 und ergänzende Tabelle 12 zeigen, dass ihre Ernährung unterschiedlich war. Obwohl der δ13C für beide Familien in die Verteilung von δ13C für C3-Vegetation (Bäume und Sträucher) fällt, ist der mittlere δ13C der südlichen Aepyornithiden-Eierschale statistisch signifikant negativer als der der Mullerornithiden-Eierschale (Abb. 4b). Eine Schätzung des relativen Beitrags der CAM-Vegetation (Crassaculean Acid Metabolism) zur Ernährung von Elefantenvögeln ergab einen größeren Anteil in der Ernährung von Mullerornithiden (22,76 %) im Vergleich zu sympatrischen Aepyornithiden (16,95 %), was im Einklang mit anderen Studien steht28,29. Negativere δ13C-Werte in Knochen im Vergleich zu Eierschalen könnten darauf hindeuten, dass Elefantenvögel während der Trockenzeit gebrütet haben, da fakultative CAM-Pflanzen (solche, die zwischen der CO2-Fixierung tagsüber (C3) und nachts (CAM) wechseln) voraussichtlich auf die CAM-Fixierung ausgerichtet sind in Zeiten von Feuchtigkeitsstress28, ​​was zu positiveren δ13C-Werten führt (beobachtet in der Eierschale). Eine stärkere Abhängigkeit der Müllerornithiden von Sukkulenten (CAM) stützt die Annahme, dass sie möglicherweise nicht so stark wie Aepyornithiden auf grundwassergespeiste Reservoirs zur Hydratation während der Brutzeit angewiesen waren28 – eine Hypothese, die die positiveren δ18O-Werte erklären würde, die in der Eierschale der Müllerornithiden beobachtet wurden im Vergleich zur Aepyornithiden-Eierschale (Abb. 4a). Die δ18O-Werte sind bei häufigen Trinkern tendenziell negativer als bei Tieren, die ihren Wasserbedarf über die Nahrung decken30. Allerdings ist der Unterschied in den δ18O-Werten zwischen Aepyornithiden und Müllerornithiden im Süden sehr gering (~1‰) und kann stattdessen einfach durch Unterschiede in der Körpergröße vorhergesagt werden, wo das Körperwasser der größeren sympatrischen Taxa den δ18O des lokalen Trinkens besser widerspiegelt Wasser31. Darüber hinaus ist auch die Variabilität innerhalb der Taxa äußerst gering, was auf einen gut gepufferten Umwelteffekt hindeutet (d. h. Niederschlag im Gleichgewicht mit Evapotranspiration): Dies unterstützt die Idee, dass Trinkwasserquellen ständig durch Grundwasser aufgefüllt werden28.

a Der mittlere δ13OPBD-Isotopengehalt. b Der mittlere δ13CDiet- und δ13NDiet-Isotopengehalt aus der organischen Fraktion im Verhältnis zur zuvor veröffentlichten Kohlenstoffisotopenverteilung von C3-, CAM- und C4-Photosynthesepflanzen aus jeder Bioregion (Ellipsen). Farbige Kreuze stellen 95 %-Konfidenzintervalle des Mittelwerts für jeden Morphotyp dar. Sternchen weisen auf signifikante Unterschiede hin (p < 0,01, zweiseitiger Mann-Whitney-U-Test mit Bonferroni-Korrektur, Ergänzungstabelle 12). Die mittleren stabilen Isotopenwerte für alle Eierschalentypen unterscheiden sich erheblich von den zuvor veröffentlichten Isotopenwerten im Knochen von Aepyornis hildebrandti aus Zentralmadagaskar. Quelldaten für diese Abbildung finden Sie in Supplementary Data 9.

Der mittlere δ15N in der Eierschale von Aepyornithiden aus dem Süden ist 4,1‰ höher als der Durchschnitt von über 400 Pflanzen aus dieser Region (Ergänzende Daten 9), und δ15N ist zwischen Aepyornithiden und Mullerornithiden-Eierschalen aus derselben Region um etwa 1,5‰ angereichert. Angereicherter Stickstoff kann ein Hinweis auf Ernährungsstress bei Vögeln sein (z. B. während der Legeperiode)32; Wenn dies jedoch der Fall wäre, könnten wir einen signifikanten Unterschied in δ15N zwischen Eierschale und Knochen erwarten, was jedoch nicht der Fall ist. Die Anreicherung von Stickstoff kann auch eine Reaktion auf Trockenheit sein und wird bei dürretoleranten Pflanzenfressern beobachtet, die in trockenen Lebensräumen leben33; Allerdings beobachten wir bei Müllerornithiden aus derselben Umgebung keinen angereicherten Stickstoff. Vielmehr spiegelt das bei Aepyornithiden beobachtete angereicherte δ15N höchstwahrscheinlich den instabilen Stickstoffstoffwechsel wider, der mit ihren Rieseneiern verbunden ist. Alternativ können südliche Aepyornithiden einer höheren trophischen Ebene angehören als Müllerornithiden34 und ihre Nahrung durch Insekten oder sogar kleine Eidechsen ergänzen, oder es kann eine weitere Unterstützung für die nächtliche Aktivität von Aepyornithiden35 sein, wobei nachtaktive Arten im Vergleich zu tagaktiven, dämmerungs- und dämmerungsaktiven Arten ein höheres δ15N aufweisen. oder kathemere Arten30.

Unsere genetischen Beweise legen nahe, dass jede Elefantenvogelfamilie monogenerisch ist. Skelettexemplare von Mullerornis bescheidenus6 (syn. M. agilis, M. betsilei, M. rudis, M. grandis) sind neben allen Eierschalenexemplaren mit einer Dicke von <1,5 mm durchgängig innerhalb der Mullerornithidae-Gruppe verschachtelt (Abb. 2a). Kurze Zweiglängen, kürzlich geschätzte Divergenz und geringe Unterstützung für die phylogenetische Topologie innerhalb der Gruppe stimmen damit überein, dass diese Proben alle eine einzige Art repräsentieren. Der durchschnittliche paarweise genetische Abstand im COI zwischen Mullerornis-Exemplaren beträgt 0,27 % (± 0,051 %; ergänzende Abbildung 2 und ergänzende Daten 5), was dem durchschnittlichen Ausmaß der genetischen Variation innerhalb der Art für alle anderen Laufvögel am gleichen Ort entspricht (0,39 %). ± 0,431 %; Ergänzende Abbildung 2 und ergänzende Daten 5). Es gibt auch keine Hinweise auf eine geografische Häufung innerhalb von Mullerornis aus dem Süden, wobei einige Proben aus dem Südwesten enger mit Proben aus dem äußersten Süden verwandt sind als andere aus dem Südwesten und umgekehrt (Abb. 2; p-Wert = 0,135, Z = 0,27, Mantel-Test; Ergänzende Anmerkung 5). Unsere Daten deuten daher darauf hin, dass im späten Holozän eine Art Mullerornis im Süden lebte. In Verbindung mit einer kürzlich durchgeführten morphometrischen Analyse von Skelettfossilien, zu denen auch Mullerornis-Exemplare aus Zentral-Madagaskar6 gehören, stützen unsere Daten die Annahme, dass Mullerornis eine monotypische Gattung war und eine Art hatte, die im gesamten zentralen/südlichen Madagaskar verbreitet war, M. bescheidenus; Die Eierschale und die Knochen von Mullerornis aus Zentralmadagaskar müssen jedoch noch genetisch getestet werden. Frühere Beschreibungen36 zahlreicher kleinerer Mullerornithidenarten in der Region könnten durch sexuellen Dimorphismus und das Fehlen von Daten zu Wachstumsreihen sowie durch zeitliche und geografische Unterschiede in der Größe (die zwischen dem späten Glazial schätzungsweise um mehr als 50 % schwankt) verfälscht worden sein und spätes Holozän (über ca. 25 ka) bei einigen Moa-Arten37,38).

Innerhalb der Aepyornithidae wurde kürzlich vermutet, dass zwei Gattungen im südlichen und zentralen Madagaskar koexistierten6,7 – Vorombe und Aepyornis; Wir finden jedoch keine genetischen Beweise, die diese Hypothese stützen. Während genetische Daten zeigen, dass es innerhalb der Aepyornithidae tatsächlich zwei gut unterstützte Kladen (90 und 87 % Bootstrap-Unterstützung) gibt, enthält nur eine Klade Proben aus Süd-Madagaskar, während die andere Proben aus Zentral- und Nord-Madagaskar enthält. Der genetische Abstand über CO1 zwischen diesen Kladen beträgt weniger als 1,01 %: Im Vergleich zu anderen Laufvögeln, bei denen der genetische Abstand zwischen Gattungen (innerhalb der Familie) zwischen 2,3 und 5,1 % liegt (ergänzende Abbildung 2 und ergänzende Daten 5), beträgt der genetische Abstand über CO1 zwischen diesen Gruppen weniger als 1,01 % Zwei Aepyornithiden-Gruppen sind genetisch nicht unterschiedlich genug, um als unterschiedliche Gattungen betrachtet zu werden. Obwohl es keine anerkannte Divergenzschwelle für die Gattungstrennung gibt, stellt dieser Befund die taxonomische Legitimität des größten jemals registrierten Vogels, des Vorombe-Titanen, in Frage.

Darüber hinaus ist der durchschnittliche paarweise genetische Abstand im COI zwischen Exemplaren in der südlichen Gruppe (0, 102 %; 95 % KI ± 0, 058 %) geringer als die Variation innerhalb der Art anderer Laufvögel (durchschnittlich 0, 39 %; ergänzende Abbildung 2), was darauf hindeutet Es ist unwahrscheinlich, dass mehr als eine Art, geschweige denn eine Gattung, innerhalb dieser Gruppe existierte. Tatsächlich sind die beiden Knochenproben (eines wurde als wahrscheinlicher Vorombe-Titan und eines als wahrscheinlicher Aepyornis maximus identifiziert, Ergänzende Anmerkung 1) an diesem Ort genetisch identisch. Innerhalb dieser südlichen Gruppe gibt es auch keine Korrelation zwischen genetischer Entfernung und geografischer Lage (p-Wert = 0,093, Z = 0,31, Mantel-Test; Ergänzende Anmerkung 5) und keinen genetischen Unterschied zwischen Aepyornithiden-Eierschalen mittlerer Dicke (1,5–3 mm). und die dicksten Eierschalen (>3 mm) im Süden, wobei einige dünnere („mittlere“) Eierschalen enger mit dickeren Eierschalen verwandt sind als andere mittelgroße Eierschalen und umgekehrt. Die Zweiglängen sind extrem kurz und die phylogenetische Topologie innerhalb der südlichen Klade ist nicht gut belegt (Abb. 2), was die Annahme weiter stützt, dass es in dieser Klade keine mitochondriale Unterstruktur gibt. Es wurden ebenfalls keine Unterschiede in der Mikrostruktur (Porosität, durchschnittliches Porenvolumen und Porendichte; p-Wert > 0,15; Abb. 4) oder der Isotopensignatur (p-Wert = 0,1161, F = 2,058, n = 49, PERMANOVA) beobachtet mittlere und dicke Aepyornithiden-Eierschalen im Süden. Aminosäureaustausche wurden auch in der Sequenz des Eierschalenproteins XCA-1 zwischen den Eierschalen von Aepyornithiden nicht beobachtet.

Daher deuten unsere Ergebnisse darauf hin, dass wir entweder nur Eierschalen beprobt haben, die zu einer der beiden Aepyornithiden-Gattungen im Süden gehören, oder dass eine Gattung keine gültige taxonomische Gruppe darstellt. Wenn man bedenkt, dass sich die Verteilung der Skelettfossilien von Aepyornis und Vorombe räumlich und zeitlich mit den hier analysierten Eierschalenexemplaren überschneidet (Ergänzungsdaten 1), ist es unwahrscheinlich, dass wir es versäumt haben, Eierschalen von einem ganzen Taxon zu entnehmen, das angeblich mit dem anderen Taxon sympatrisch war6, außer eine extreme taxonomieabhängige Ablagerungsverzerrung (z. B. wenn eine Gattung in einer anderen Region nistet als dort, wo die größte Konzentration ihrer Skelette zu finden ist, oder wenn Eierschalen von anderswo an die Küste gespült werden). Dennoch gehören die hier analysierten südlichen Aepyornithiden-Eierschalen alle zu einer Gattung – derselben Gattung wie die zentrale madagassische Eierschale. Da die Identifizierung der zentralen madagassischen Skelettexemplare als Aepyornis hildebrandti unbestritten ist, würde die hier analysierte südliche Eierschale ebenfalls zur Gattung Aepyornis gehören, jedoch zu einer separaten Art. Auf dieser Grundlage befürworten wir die vorläufige Synonymisierung von Vorombe6,7 mit Aepyornis39 und die Rückkehr von Titan40 zur Synonymie mit Maximus39, bis weitere gegenteilige Beweise vorliegen.

Anstatt zu unterschiedlichen Arten zu gehören, könnten die beiden im Süden beobachteten Aepyornithiden-Skelettmorphotypen6 zu einem sexuell dimorphen Taxon gehören. Ähnlich wie beim Kiwi, dem nächsten Verwandten der Elefantenvögel1,2,3, wo die Weibchen zwischen 120 und 180 % der Größe der Männchen haben können8,10, kann es sich beim kleineren „Aepyornis maximus“ um Männchen handeln, und beim größeren „Vorombe titan“ kann es sich um Männchen handeln. Möglicherweise handelt es sich um Weibchen derselben Art4. Tatsächlich wurden mehrere Moa-Arten (Dinornis) zu zwei sexuell dimorphen Arten zusammengefasst8,38, eine von der Nordinsel (D. novaezealandiae) und eine von der Südinsel (D. robustus). Auf der Nordinsel beispielsweise machten Weibchen („D. giganteus“ und „D. novaezeelandiae“) bis zu 280 % der Masse der Männchen („D. struthoides“) aus8,38. Im Durchschnitt ist Vorombe 175 % so groß wie A. maximus, aber selbst unter Berücksichtigung der maximalen geschätzten Körpergröße von Vorombe im Vergleich zur minimalen geschätzten Körpergröße von A. maximus6 liegt der Unterschied immer noch im Bereich (wenn auch extremer) umgekehrter Sexualität Dimorphismus bei anderen Laufvögeln.

Diese Hypothese wird weiter durch unsere Berechnung gestützt, dass die Masse des Vogels, der eine so dicke Eierschale legte, ungefähr der Größe von Vorombe entsprach, wohingegen von einem Vogel der Größe von A. maximus erwartet worden wäre, dass er ein viel dünneres Ei legte (siehe auch Ergänzende Anmerkung). 10); Obwohl es im Süden mitteldicke Eierschalen gibt, sind diese auch genetisch identisch (Abb. 2) selbst mit den dicksten (>4 mm) Eierschalen (bei denen es sich möglicherweise nur um unbewohnbare, unbefruchtete oder vorzeitig zerbrochene Eier handelt, da die Eierschale im Laufe des Embryos dünner wird). entwickelt). Letztendlich ist eine Geschlechtstypisierung erforderlich, um die Hypothese zu bestätigen, dass Skelettmorphotypen einen sexuellen Dimorphismus innerhalb der Art darstellen. Dies erfordert jedoch die Gewinnung nuklearer DNA aus Knochenproben, da die Eierschalen-DNA voraussichtlich weiblichen Ursprungs ist (mütterlichen Ursprungs). Alternativ kann das Vorhandensein einer frauenspezifischen Knochenhistologie (d. h. Markknochen bei schwangeren Weibchen) in nur einem Skelettmorphotyp auch dazu beitragen, die Hypothese des sexuellen Dimorphismus bei Aepyornithidae zu testen; Allerdings wurde bisher in keinem Aepyornithiden-Skelettfossil Markknochen nachgewiesen41,42.

Während Kern-DNA aus der Eierschale von Elefantenvögeln gewonnen wurde, beschränkte man sich dabei auf die Anreicherung konservierter Protein-kodierender Gene, die zur Erkennung tiefer Divergenzen nützlich sind3. Zukünftige Fortschritte in der DNA-Technologie könnten die Wiederherstellung hochpolymorpher Regionen des Kerngenoms ermöglichen und so zusätzliche genetische Vielfalt oder Populationsstruktur innerhalb der Elefantenvogeltaxa aufdecken, die wir mit mitochondrialer DNA allein nicht aufklären konnten. Darüber hinaus wird die Probenahme in einem größeren Teil ihres Verbreitungsgebiets (Abb. 1 und ergänzende Daten 1), insbesondere im mittleren bis nordwestlichen Bereich (Besalampy), im zentralen Hochland, im zentralen Osten und Südosten (Farafangana, Fort Dauphin), von entscheidender Bedeutung sein Verschaffen Sie sich einen Überblick über die Vielfalt der Elefantenvögel. Unabhängig davon deuten diese Ergebnisse darauf hin, dass die Diversität innerhalb der Aepyornithidae im Süden Madagaskars geringer ist als zuvor beschrieben. Die Artenvielfalt der Elefantenvögel war daher nicht nur geringer als anhand der Skelettfossilien vorhergesagt, sondern möglicherweise auch viel geringer, als man es von einem großen Land mit zahlreichen klimatischen und geografischen Hindernissen für den Genfluss (Abb. 1) und einem der höchsten erwarten würde endemische Biota der Welt43. Es ist möglich, dass es in der Vergangenheit im Süden Madagaskars mehr Arten gab; Der präholozäne Skelettfossilienbestand für Elefantenvögel aus dieser Region ist jedoch dürftig (Ergänzungsdaten 1). Eine geringe genetische Vielfalt hat möglicherweise die Widerstandsfähigkeit der Elefantenvögel gegenüber großen Umweltveränderungen, die durch die Landnutzung des Menschen im späten Holozän verursacht wurden, beeinträchtigt und zu ihrem Aussterben beigetragen.

Vier Mitogenome aus Eierschalen, die im hohen Norden Madagaskars gefunden wurden, ordnen sie eindeutig einer monophyletischen Schwestergruppe der zentralen madagassischen Gruppe zu, die das veröffentlichte Mitogenom aus einem A. hildebrandti-Skelettexemplar sowie ein Eierschalenexemplar mit vergleichbarer Dicke wie die nördliche Eierschale enthält (Abb . 2a). Der Ausschluss zentralmagassischer Exemplare aus der nördlichen Gruppe mit hoher Sicherheit (und umgekehrt) weist darauf hin, dass die nördlichen Eierschalen zu einer einzigartigen, evolutionär bedeutsamen Einheit gehören. Obwohl der durchschnittliche genetische Abstand im COI zwischen nördlichem Aepyornis und zentralem Aepyornis 0,2 % beträgt (innerhalb der Grenzen der bei Laufvögeln beobachteten intraspezifischen Variation; ergänzende Abbildung 2), ist es unwahrscheinlich, dass die Unterscheidungskraft dieser beiden reziprok monophyletischen Gruppen darauf zurückzuführen ist zu zufälliger Koaleszenz (p-Wert <0, 05; Ergänzende Anmerkung 5 und ergänzende Tabelle 9), was darauf hindeuten könnte, dass die nördliche Gruppe ein kryptisches Taxon darstellt. Andererseits könnte die genetische Konnektivität zwischen überlappenden Aepyornis-Populationen in ganz Madagaskar auch zu einem Muster genetischer Differenzierung an den untersuchten Extremen des geografischen Verbreitungsgebiets führen, was jedoch in Wirklichkeit ein Effekt der Isolation durch Distanz (IBD) ist. Ein Mantel-Test (Supplementary Note 5) zeigt, dass die genetische Distanz signifikant mit der geografischen Distanz in Madagaskar korreliert (p-Wert = 0,001, Z = 0,31). Diese Beobachtung ist jedoch auch zu erwarten, wenn physische Hindernisse für den Genfluss damit verwechselt werden große geografische Entfernungen. Dennoch kann IBD ohne zusätzliche Probenahme von Individuen zwischen Nord- und Zentralmadagaskar nicht ausgeschlossen werden, sofern solche Populationen jemals existiert haben. Eine andere Erklärung könnte sein, dass der Genfluss durch die Ausbreitung der Männchen aufrechterhalten wird; In diesem Szenario würde die mitochondriale DNA nur die Beziehungen zwischen weiblichen Elefantenvögeln widerspiegeln, da sie mütterlicherseits vererbt werden, was dazu führen würde, dass sie anders aussehen als das Kerngenom.

Ob dieses Taxon als neuartige Art, Unterart oder lediglich als Population von A. hildebrandti angesehen werden kann, kann anhand dieser Daten nicht geschlossen werden; Dennoch handelt es sich um eine unabhängige Abstammungslinie, die eine neuartige Vielfalt innerhalb von Aepyornis darstellt. Vor diesem Befund hatte A. hildebrandti ein äußerst begrenztes geografisches Verbreitungsgebiet, wobei die Exemplare nur auf die höchstgelegenen Standorte (ca. 1500 Meter) beschränkt waren6,44; Die Einbeziehung der nördlichen Gruppe in A. hildebrandti würde das bekannte Verbreitungsgebiet dieser Art um fast tausend Kilometer erweitern. Nach unserem besten Wissen wurden bisher keine Skelettexemplare von Aepyornis aus dem hohen Norden Madagaskars beschrieben. Im Gegensatz zu A. hildebrandti (Zentral-Madagaskar), dessen δ13C- und δ15N-Werte eine Anpassung an den Verzehr einer Mischung aus C3-Sträuchern und bis zu 48 % C4-Gräsern widerspiegeln29,44,45, wurde die Ernährung der nördlichen Elefantenvögel von C3-Sträuchern dominiert (Abb. 4b, n = 42). Der durchschnittliche δ15N beträgt jedoch 6,6‰ – etwa 2‰ niedriger als der Mittelwert von 42 Pflanzen aus dem Nordwest-/Trockenlaubwald-Biom46 (Abb. 4 und ergänzende Daten 9), aber 2,5‰ höher als bei A. hildebrandti. Zwei Erklärungen für den beobachteten Stickstoffmangel in der Nahrung könnten sein, dass (a) Mitglieder der nördlichen Gruppe sich von Früchten ernährten, da Frugivoren typischerweise einen niedrigeren δ15N aufweisen als Blattfresser30, oder (b) δ15N bei nachtaktiven Arten im Vergleich zu tagaktiven oder kathemeralen Arten typischerweise angereichert ist29 , so ähnlich wie Mullerornis, dass es früher am Tag möglicherweise aktiver war. Diese einzigartige Nahrungsökologie könnte die Bezeichnung der nördlichen Gruppe als neue Art unterstützen; es könnte jedoch stattdessen darauf hindeuten, dass A. hildebrandti eine generalistische Art mit der Fähigkeit war, in einer Vielzahl von Umgebungen zu überleben. Obwohl wir keinen formellen Namen für diese neue Abstammungslinie von Elefantenvögeln festlegen können, wurde die Vorstellung, dass eine aDNA-Sequenz isoliert ein Taxon definieren kann, mit der Entdeckung von Denisova-Menschen auf die Probe gestellt, bei denen der Fossilienbestand aus wenigen morphologisch undeutlichen Knochen besteht erhebliche genetische Unterschiede zum modernen Menschen47.

Der mitteldicke Eierschalen-Morphotyp der nördlichen Gruppe, gepaart mit seiner engen Verwandtschaft mit A. hildebrandti, lässt vermuten, dass nördliche Elefantenvögel wahrscheinlich einen kleineren Körper hatten als ihre Artgenossen im äußersten Süden, wie es bei den Knochen (und Eierschalen) von A. hildebrandti der Fall ist kleiner als die der südlichen Aepyornithiden4,6. Wir schätzen die Körpergröße des nördlichen Taxons auf etwa 230 kg bei einer Eimasse von etwa 3 kg, basierend auf der durchschnittlichen Dicke der Eierschale von 1,95 mm. Dies entspricht in seiner Größe der geschätzten Körpermasse von A. hildebrandti von 283 kg6 (oder 235 kg nach unserer Vorhersage), und daher wird vorhergesagt, dass beide schwerer als ein Strauß sind.

Sowohl die mittlere als auch die nördliche Gruppe sind eine andere Art als die südliche Aepyornithiden-Gruppe, da der durchschnittliche genetische Abstand über COI 1,01 % (95 % KI ± 0,0526 %) beträgt: über den Grenzen der Variation innerhalb der Art (im Durchschnitt 0,1 %, Bereich 0). –0,45 % und innerhalb der Grenzen der interspezifischen Variation (innerhalb der Gattung), die bei Laufvögeln und anderen Vögeln beobachtet wird11,12 (1,02–7,5 %; ergänzende Abbildung 2). Es gibt auch eine Methionin-zu-Valin-Substitution an Position 58 der XCA-2-Proteinausrichtung zwischen der analysierten südlichen und nördlichen Aepyornithiden-Eierschale, was mit der Zugehörigkeit zu verschiedenen Taxa übereinstimmt. Diese Ergebnisse stützen die Bezeichnung der zentralen/nördlichen Art als A. hildebrandti und der südlichen Art als A. maximus. Interessanterweise ist der genetische Abstand zwischen Aepyornis-Arten der geringste aller Laufvögel; Da sie die größten Vögel sind, die je gelebt haben, könnte dies eine Folge der jüngsten Divergenz in Verbindung mit niedrigen Evolutionsraten im Zusammenhang mit Langlebigkeit oder langen Generationszeiten aufgrund großer Körpermasse sein2.

Die Divergenz innerhalb von Aepyornis entspricht dem Beginn des Quartärs; Während dies auf der Nordhalbkugel eine Zeit der Vereisung war, wäre das Klima in Madagaskar kühl und trocken gewesen48. Molekulare Datierungen gehen davon aus, dass 1,22 Ma (95 % HPDs 0,6–1,9 Ma) die zentrale und nördliche Gruppe von Aepyornis trennen: schlecht geeignet für den Verzehr von C4-Gräsern (Abb. 4b), der Erweiterung eines grasbewachsenen Tals, das als Mandritsara-Fenster bekannt ist (Abb. 1a) Während des Pleistozäns gab es möglicherweise isolierte montanangepasste Populationen des nördlichen Hochlandes in Waldrefugien, die mesische Bedingungen aufrechterhielten, während zentrale Populationen von A. hildebrandti an einen offenen „Pseudosteppen“-Lebensraum des zentralen Hochplateaus angepasst wurden . Es wird vermutet, dass ein solches Isolationshindernis zur Entwicklung von „Artenpaaren“ bei anderen madagassischen Ureinwohnern geführt hat49, und tatsächlich weist der hohe Norden ein hohes Maß an Mikroendemismus auf50,51. Dieser Zeitpunkt fällt auch mit der Diversifizierung endemischer Grasarten zusammen, die an den Weidedruck angepasst sind, 1–7 Ma52,53. Alternativ könnten Populationen im Westen/Nordwesten Madagaskars (wo auch Eierschalen gefunden wurden) von denen in Zentral-Madagaskar stammen, die sich in tiefer gelegene Umgebungen ausdehnten, um der sich zurückziehenden C3-Vegetation zu folgen, und sich an die Nutzung trockener Laubwälder anpassten. Die Spaltung zwischen der südlichen Aepyornis-Gruppe und der zentralen/nördlichen Gruppe erfolgt nahezu zeitgleich mit der Spaltung zwischen A. hildebrandti und der nördlichen Gruppe bei 1,4 Ma (95 % HPDs 0,8–2,1 Ma). Wie im Norden könnte diese Divergenz durch ein tief gelegenes Tal (Menaharaka-Fenster) verursacht worden sein, das das zentrale und südliche Hochland trennte, gefolgt von einer späten Ausbreitung von A. maximus in die tieferen Lagen des tiefen Südens, die bereits bewohnt waren Müllerornithiden (Abb. 1a). Die extrem große Körpergröße (ca. 700–1000 kg) bei Aepyornis maximus scheint ein abgeleitetes Merkmal zu sein, wobei die Kronenelefantenvögel schätzungsweise näher an der Größe von Mullerornis (ca. 80 kg) liegen; Ergänzende Anmerkung 9 und ergänzende Abb. 12), und der gemeinsame Vorfahre von Aepyornis war nur halb so groß (ca. 400–500 kg) und existierte erst vor nur 1,4 Millionen Jahren (Ergänzende Anmerkung 9 und Ergänzende Abb. 12). Das heißt, die Körpergröße der Vögel in der Abstammungslinie, die zu Aepyornis maximus führte, hat sich zwischen dem mittleren und späten Pleistozän nahezu verdoppelt. Dies steht im Einklang mit früheren Schätzungen2 sowie der Beobachtung, dass die meisten Megafauna in jüngster Zeit große Körpergrößen entwickelt haben, um in kühleren Klimazonen eine effizientere Thermoregulation zu ermöglichen54. Somit sind die größten Eier der Welt eine vergleichsweise junge Entwicklung in der Evolutionsgeschichte der Elefantenvögel. Trockenheit und Temperatur könnten auch auf verschiedene Aspekte der Physiologie von Elefantenvögeln, einschließlich morphologischer Merkmale der Eierschale wie Porosität, zusammengewirkt haben, um die jüngste, schnelle Strahlung innerhalb von Aepyornis voranzutreiben. Auch hier würde das Kerngenom von Aepyornis weitere Einblicke in die genetische Kontrolle des Gigantismus liefern und könnte eine mögliche Rolle für die Verdrängung reproduktiver Merkmale bei der Entwicklung dieser Merkmale identifizieren.

Die Systematik der Elefantenvögel war seit ihrer Entdeckung aufgrund des Mangels an diagnostischen Skelettfossilien unklar, und in den letzten hundert Jahren wurden kaum zusätzliche Beweise gefunden, die die anfänglichen Klassifizierungen widerlegen oder stützen könnten. Dass die Morphologie nicht in der Lage ist, Arten abzugrenzen, bei denen die Skelettfossilien unvollständig sind – insbesondere, wenn ein extremer Geschlechtsdimorphismus vorliegt –, verkompliziert das Problem zusätzlich. Die hervorragende biomolekulare Konservierung fossiler Eierschalen bietet jedoch eine alternative Möglichkeit für eine unabhängige Untersuchung der Systematik von Elefantenvögeln parallel zur Skelettmorphologie. Um eine taxonomische Inflation zu vermeiden, ist es wichtig, Eierschalen- und Skelettmorphotypen zu verknüpfen, und die hier vorgestellte Forschung ist ein wichtiger Fortschritt bei der Lösung der komplexen Diversifizierung einiger der größten Vögel der Welt. Die hier aus fossilen Eierschalen abgeleiteten molekularen Beweise stützen drei wichtige Schlussfolgerungen: (1) Mullerornis unterscheidet sich genetisch ausreichend von allen anderen Taxa, um als zu einer separaten Familie, „Mullerornithidae“, gehörend anerkannt zu werden; (2) Die Diversität innerhalb der Aepyornithidae ist gering (hinsichtlich der mitochondrialen Divergenz im Vergleich zu anderen großen Laufvögeln und im Vergleich zu früheren taxonomischen Hypothesen, die auf der Skelettmorphologie basieren), wobei Skelettmorphs möglicherweise stattdessen einen extremen Geschlechtsdimorphismus darstellen, und (3) eine neue Eierschalensammlung gefunden wurde im hohen Norden Madagaskars ist genetisch unterschiedlich und stellt eine neuartige Abstammungslinie von Aepyornis (wahrscheinlich A. hildbrandti) dar, deren Skelettfossilien bis zur konzertierten Suche auf ihre Entdeckung warten. Wir schlagen vor, dass eine Überarbeitung der Taxonomie und Systematik der Elefantenvögel unter Einbeziehung dieser paläogenomischen Perspektive erforderlich ist. Schließlich identifizierten wir potenzielle Treiber der Artbildung bei Elefantenvögeln, nämlich die Ausbreitung von Grasland während des Pleistozäns. Rekonstruktionen des Ahnenzustands deuten auch auf einen überraschend jungen Ursprung des extremen Gigantismus bei Aepyornithiden hin. Diese Erkenntnisse tragen zu unserem Verständnis darüber bei, wie Elefantenvögel in den einzigartigen Ökosystemen Madagaskars lebten und funktionierten, und bekräftigen, dass aDNA aus Eierschalen ein vielversprechender Weg für die Untersuchung der Entwicklung und des Aussterbens der terrestrischen Megafauna ist.

Für die Durchführung dieser Forschung war keine ethische Genehmigung erforderlich. Gegenstand dieser Forschung waren weder Menschen noch lebende Tiere.

Die örtliche Erlaubnis zur Durchführung archäologischer Forschungen wurde vom Office du Maire, der Commune de Befandefa und von den Häuptlingen von Fokontany von Andavadoaka, Nosy Ve, Antsaragnagnangy, Lamboara, Ampasilava und Salary erteilt. Genehmigungen für den Export von archäologischem Material zum Zwecke der Laboranalyse wurden vom Generalsekretariat des Ministeriums für Handwerk, Kultur und Kulturerbe, Regionaldirektion für Kultur und Kulturerbe Atsimo Andrefana, Ausreisevisum Nr. 09/06 – MCP/SG/DRCP erteilt .AA; Nummer 05/14-MACP/SG/DRCP.AA; Nummer 08/14 – MACP/SG/DRCP.AA gemäß Stellungnahme Nr. 375, 02.02.1978. Die Erlaubnis zum Import von Fossilien nach Australien wurde durch die Importgenehmigung IP15012450 erteilt.

Eierschalenproben (Ergänzende Anmerkung 1 und Ergänzende Daten 2) wurden über mehrere Feldsaisonen an verschiedenen Orten im Norden, Süden und Südwesten Madagaskars gesammelt (Abb. 1) und bei Raumtemperatur gelagert. Die durchschnittliche Dicke jeder Eierschalenprobe wurde als Mittelwert der Dicken von vier Seiten berechnet, die mit einem digitalen Messschieber gemessen wurden (Ergänzende Anmerkung 2). Die Dicke von 197 Eierschalen von Elefantenvögeln, die im Norden gesammelt wurden, 512 Eierschalen, die zufällig im Südwesten gesammelt wurden, und 241 Eierschalen, die im Süden Madagaskars gesammelt wurden (Abb. 1), wurden gemessen, um die Verteilung der Eierschalendicken in jeder Region zu untersuchen. Zusammenfassende Statistiken für diese Verteilungen wurden in PAST v3.1155 berechnet.

Eierschalenproben für die Radiokarbondatierung (Ergänzende Anmerkung 3 und Ergänzende Daten 3) wurden mechanisch gereinigt und dann durch stöchiometrische Zugabe von 2 N HCl im Vakuum um 50 % reduziert. Gereinigte Fragmente wurden im INSTAAR Laboratory for AMS Radiocarbon Preparation and Research (NSRL) in Graphit umgewandelt, bevor sie mittels Beschleunigermassenspektrometrie im Keck Carbon Cycle AMS Laboratory an der UC Irvine (KCCAMS) gemessen wurden. Konventionelle Radiokarbonalter wurden mit CALIB v.7.1 und SHcal1356,57,58 kalibriert. Probe AD1739 wurde von KD in einer archäologischen Lagerstätte gefunden; Eierschalen aus demselben Kontext wurden wie oben mit Radiokarbon datiert.

Das Verhältnis zweier Enantiomere (A/I), der Proteinaminosäure L-Isoleucin und des Nicht-Protein-Diastereomers D-Alloisoleucin, wurde in Eierschalen durch Ionenaustausch-Hochdruckflüssigkeitschromatographie gemessen (Ergänzende Anmerkung 4); A/I spiegelt die Zeit und den integrierten thermischen Verlauf der Probe wider. Die Qualitätskontrolle wird mit einem Laborstandard, ILC-G59, überwacht; 383A/I-Analysen des ILC-G-Standards im Labor durchschnittlich 0,457 ± 0,012.

20 Eierschalenproben unterschiedlicher Dicke an jedem Standort wurden mittels Mikrocomputertomographie (Skyscan 1175 micro-CT, Bruker-microCT) am Centre for Microscopy, Characterization and Analysis der University of Western Australia abgebildet (Supplementary Note 7, Supplementary Data 8) ; Hinweis: Beachten Sie, dass nicht jede abgebildete Eierschale aDNA lieferte und einige Eierschalen, die DNA lieferten, nicht genügend Probe für die Abbildung hinterließen. Die Analysen wurden an einem zentralen Schnitt durchgeführt, um die Auswirkungen von Bildartefakten und einer möglichen Verwitterung von Poren nahe der Oberfläche der Eierschale zu minimieren. Für jede Probe wurden 2D-Analysen der Porendichte und Porenfläche in einem 20,07 mm2 großen Bereich von Interesse (ROI; ergänzende Abbildung 8) auf der zentralen Scheibe durchgeführt, zusammen mit einer 3D-Analyse des Porenvolumens und der prozentualen Porosität über 100 Scheiben mit einer Spannweite von etwa 1 mm in der Länge um die zentrale Schicht herum, mit Bruker CTAn v1.16.4.1 + Software (SkyScan 2003–2011, Bruker microCT 2012–2016). Bilder der äußeren, inneren und Porenstrukturoberfläche wurden in Bruker CTAn gerendert und in FEI Avizo Fire v8.1.1 visualisiert (Konrad-Zeuse-Zentrum Berlin 1995–2014; FEI, SAS 1999–2014; Ergänzende Anmerkung 7). In PAST v3.1.155 wurden einfaktorielle ANOVA und paarweise Student-t-Tests mit einer Bonferroni-Korrektur durchgeführt, um die Porendichte, das durchschnittliche Porenvolumen und die prozentuale Porosität zwischen Eierschalenmorphotypen zu vergleichen (Ergänzungstabelle 11). Ausreißer (normalerweise Proben, die auch nach der Rauschunterdrückung Bildartefakte aufweisen) wurden von diesen Analysen ausgeschlossen.

Alte DNA wurde aus 33 Eierschalenproben über jede Dicke an jedem Standort (Norden, Süden und Südwesten; Abb. 1 und ergänzende Daten 4) extrahiert. Die Proben wurden für die DNA-Extraktion auf der Grundlage ihres A/I-Verhältnisses priorisiert, wobei niedrige A/I-Werte bevorzugt wurden, sowie auf der Grundlage ihrer Exposition gegenüber der Umwelt zum Zeitpunkt der Entnahme, wobei die vergrabenen Proben Vorrang hatten. Derselbe Ort wurde nicht zweimal auf DNA untersucht, um die Wahrscheinlichkeit zu minimieren, dass zwei Proben von derselben Eizelle oder demselben Weibchen stammen könnten. Alte DNA wurde zwischen 2015 und 2018 aus 200 mg Eierschalenpulver pro Probe im Trace Advanced Ultra-Clean Environment (TrACE) an der Curtin University, WA (Australien) extrahiert, wobei das von Dabney et al.60 beschriebene Protokoll mit geringfügigen Änderungen befolgt wurde ( Ergänzende Anmerkung 5) und im Einklang mit der Standard-aDNA-Praxis61,62. Shotgun-Sequenzierungsbibliotheken wurden nach dem von Gansauge und Meyer63 beschriebenen Protokoll mit geringfügigen Änderungen erstellt (Ergänzende Anmerkung 5 und Ergänzende Tabelle 1–3).

3083 80-mer mitochondriale Köder mit 4X (20 bp) Kacheln wurden auf der Grundlage einer Konsenssequenz von zwei veröffentlichten Aepyornis1,2-Referenzgenomen (NCBI-Zugangsnummer KJ749824 bzw. AP014697) und einem Mullerornis-Referenzgenom1 (NCBI-Zugangsnummer KJ749825) und wurden über MYcroarray hergestellt. Die Hybridisierungsanreicherung der mitochondrialen DNA wurde unter Befolgung des MYbaits-Protokolls (MYcroarray) (Version 3, 2015) gemäß den Anweisungen des Herstellers mit geringfügigen Änderungen durchgeführt (Ergänzende Anmerkung 5).

Angereicherte Bibliotheken wurden unter Verwendung eines LabChip GX Touch HT (Perkin Elmer) gemäß den Anweisungen des Herstellers (Ergänzende Anmerkung 5) quantifiziert und in äquimolaren Konzentrationen in einem Gesamtvolumen von 60 μl gepoolt. Um Primerdimere mit niedrigem Molekulargewicht und Artefakte beim Bibliotheksaufbau/-einfang zu entfernen, wurden Fragmente zwischen 140 bp und 300 bp anhand von zwei Spuren einer Pippin Prep (Sage Science) eGel-Kassette gemäß den Anweisungen des Herstellers aus der gepoolten Bibliothek größenselektiert. Die beiden Spuren der größenselektierten Bibliothek wurden rekombiniert und mit einem QIAGEN PCR-Reinigungskit gemäß den Anweisungen des Herstellers mit geringfügigen Änderungen gereinigt und konzentriert (Ergänzende Anmerkung 5). Die endgültige Sequenzierungsbibliothek wurde erneut auf dem LabChip GX Touch HT quantifiziert. Die Bibliothek wurde in Reinstwasser auf 4 nM verdünnt und mit der Hochdurchsatzplattform NextSeq von Illumina sequenziert, wobei die Anweisungen des Herstellers mit geringfügigen Änderungen befolgt wurden (Ergänzende Anmerkung 5).

Die Sequenzen wurden mit USEARCH v.864 gekürzt und Sequenzen mit einer Länge von weniger als 30 bp wurden verworfen, da sie nicht sinnvoll auf Referenzgenome abgebildet werden konnten. USEARCH v.8 wurde verwendet, um Sequenzen qualitativ zu filtern (unter Verwendung einer erwarteten Fehlerrate von 1 % der Länge der Sequenz), eindeutige Sequenzen zu finden und chimäre Sequenzen zu entfernen (Supplementary Note 5 und Supplementary Data 4).

Für jede Probe wurden Sequenzen iterativ gegen ein mitochondriales Referenzgenom eines Elefantenvogels in Geneious v.8.1.665 unter Verwendung der Standardparameter unter einer Option „mittlere bis niedrige Empfindlichkeit“ mit 10 Iterationen kartiert. Die zugeordneten Lesevorgänge wurden dann mithilfe von BLAST 2.2.30+67, implementiert durch die Supercomputing-Einrichtungen des Pawsey Centre, mit der GenBank-Referenzdatenbank66 des NCBI abgeglichen, um taxonomische Zuordnungen für die Sequenzen zu erhalten. Die hervorgerufenen Blastn-Algorithmus-Parameter entsprachen den von Grealy et al.3 beschriebenen. Die Sequenztaxonomie wurde in MEGAN v.4.70.468 bewertet (Ergänzende Anmerkung 5). Um potenziell kontaminierende Sequenzen zu entfernen, wurden die Lesevorgänge, die am besten mit den Referenzgenomen von Vögeln übereinstimmen, wie zuvor auf das Konsensgenom übertragen, das aus der letzten Kartierungsrunde generiert wurde. Es wurde eine endgültige strikte Konsenssequenz mit 50 % mehrheitsbasiertem Aufruf erstellt, wobei Positionen mit einer Abdeckung von <2 als „N“ bezeichnet wurden und Positionen ohne Daten durch „?“ dargestellt wurden. Diese endgültigen mitochondrialen Genome können in GenBank (Accessions OP413790 - OP413810) gefunden oder von DataDryad (https://doi.org/10.5061/dryad.3j9kd51nc) heruntergeladen werden. Die Authentizität der kartierten Lesevorgänge wurde durch Aufzeichnen der Häufigkeit von Nukleotidsubstitutionen über die Lesevorgänge hinweg in mapDamage 2.0.669,70 (Ergänzende Abbildung 1 und Ergänzende Anmerkung 5) bewertet.

20 mitochondriale Genome von Elefantenvögeln wurden mit zwei zuvor veröffentlichten mitochondrialen Genomen von Elefantenvögeln1,2 und acht Laufvögeln außerhalb der Gruppe (Ergänzungstabelle 4) abgeglichen, wobei MAFFT v. 7.30871 und MUSCLE v3.8.42572 verwendet wurden, wie in Geneious v.8.1.665 unter Verwendung der Standardparameter implementiert ( Ergänzende Anmerkung 5). Alle proteinkodierenden rRNA- und tRNA-Gene sowie die Kontrollregion wurden aus dem Alignment extrahiert und nach Codonposition (proteinkodierende Gene) sowie Schleifen und Stämmen (RNA-Gene) unterteilt. RCV- und Stammtests73 wurden in PAUP v4a15074 wie zuvor beschrieben3 mit geringfügigen Änderungen durchgeführt (Ergänzende Anmerkung 5 und Ergänzende Tabelle 5–7). Diese Tests wurden verwendet, um die Verzerrung der Basiszusammensetzung und das Ausmaß der phylogenetischen Signalerosion zu bewerten, um zu bestimmen, welche Partitionen von der RY-Kodierung profitieren könnten, die die Verzerrungen mildert. Allerdings würde keiner davon profitieren (Ergänzende Anmerkung 5). Das am besten passende Substitutionsmodell für jede Partition wurde mit jModelTest v.3.775,76 (Ergänzende Anmerkung 5 und Ergänzende Tabelle 8) ermittelt. Mitochondriale phylogenetische Bäume wurden auf der Grundlage von Standard-Nucleotid-kodierten Daten erstellt, wobei Maximum-Likelihood- und Bayes'sche Ansätze verwendet wurden, die in RAxML v.1.577 bzw. MrBayes v.3.2.678 (ausgeführt über das Online-Bioinformatik-Toolkit CIPRES v.3.379) implementiert wurden (Ergänzende Anmerkung 5). . Tracer v1.6.1 wurde verwendet, um die Konvergenz von Bayes'schen Läufen80 zu untersuchen.

Um festzustellen, ob die durch phylogenetische Analyse identifizierten Kladen unterschiedliche Arten darstellen könnten, wurde in MEGA v.6.0681 der genetische Abstand innerhalb und zwischen Elefantenvogelexemplaren aus jeder Region berechnet, die weniger als 10 % fehlende Daten über 596 bp der Cytochromoxidase I (COI) aufwiesen das Kimura-2-Parameter-Modell82 mit paarweiser Löschung fehlender Daten neben Standardparametern für die verbleibenden Optionen (Ergänzende Anmerkung 5). Um die Grenzen der intra- und interspezifischen Variation in dieser Barcode-Region abzuschätzen, wurde der Abstand innerhalb und zwischen den Gattungen Moa, Rhea, Emu, Kasuar und Kiwi auf die gleiche Weise unter Verwendung veröffentlichter Sequenzen geschätzt (Supplementary Data 5 und Supplementary). Abb. 2). Die Artenabgrenzungsanalyse83 wurde auch mit dem Plugin (v.1.03) durchgeführt, das in Geneious v. 10.0.565 verfügbar ist (Supplementary Note 5 und Supplementary Table 9). In R v1.3.109384 wurden Mantel-Tests zum Vergleich von geografischen Distanz- und genetischen Distanzmatrizen durchgeführt.

Die molekulare Datierung wurde mit MCMCTree85 durchgeführt, das wie zuvor beschrieben3 in PAML v. 4.4d86 implementiert wurde, mit geringfügigen Änderungen (Supplementary Note 5 und Supplementary Data 6), wobei nur die besten repräsentativen Elefantenvogelproben aus jeder Gruppe einbezogen wurden und zuvor veröffentlichte Kerndaten3 einbezogen wurden. Für die Kalibrierung wurden neun fossilbasierte Altersvorstufen verwendet (Ergänzende Anmerkung 5 und Ergänzende Tabelle 10).

Die Proteinextraktion folgte veröffentlichten Protokollen für Straußeneierschalen-Proteomikanalysen87 im Archäobiomik-Labor der Universität Turin (Italien), wobei das Protein sowohl mit Trypsin als auch mit Elastase verdaut wurde (Ergänzende Anmerkung 6). Eluierte und getrocknete Peptide wurden am Novo Nordisk Centre for Protein Research (Kopenhagen, Dänemark) empfangen. Die Proben wurden auf einer 15-cm-Säule (75 μm Innendurchmesser) aufgetrennt, mit einem hauseigenen Laser gezogen und mit 1,9 μm großen C18-Perlen (Dr. Maisch, Deutschland) auf einem angeschlossenen EASY-nLC 1200 (Thermo Fischer Scientific, Bremen, Deutschland) verpackt ein Q-Exactive HF-X (Thermo Fischer Scientific, Bremen, Deutschland) bei einem 77-minütigen Gradienten. Die resultierenden.raw-Dateien wurden mit PEAKS v.8.588 durchsucht. Die Massentoleranz für Elternionen und Fragmentionen wurde auf 10 ppm bzw. 0,05 Da eingestellt, mit unspezifischem Aufschluss. Als variable PTMs wurden die Desamidierung von N und Q sowie die Oxidation von M, H und W festgelegt. Die Dateien wurden anhand aller verfügbaren XCA-1- und XCA-2-Proteinsequenzen21 und des Common Repository of Adventitious Proteins (cRAP) durchsucht, um häufige Kontaminanten zu identifizieren. Die Proteomik-Datensätze wurden über das Partner-Repository Proteomics Identifications Database (PRIDE) mit der Datensatz-ID PXD035725 beim ProteomeXchange-Konsortium hinterlegt.

Eierschalen- und Vegetationsproben (Supplementary Data 9) wurden für die Isotopenanalyse gemäß den in Miller et al.89 (Supplementary Note 8) beschriebenen Verfahren vorbereitet. δ13C, δ15N und δ18O wurden unter Verwendung eines Elementaranalysators (NC 2500; CE Elantech, Lakewood, NJ) bestimmt, der mit Delta Plus XL- oder Delta V Plus-Massenspektrometern von Thermo Finnigan (San Jose, CA) (Carnegie Institution of Washington, Washington, DC) verbunden war ) (Ergänzende Anmerkung 8). Isotopendaten wurden auch von Hansford und Turvey6 einbezogen. Die stabilen Isotopenwerte wurden um Anreicherungen aus Nahrungsquellen und Unterschiede im atmosphärischen CO2 korrigiert (Ergänzende Anmerkung 8). ISOERROR v1.0490 wurde verwendet, um den relativen Beitrag der C3- und CAM-Vegetation zur Ernährung unter Verwendung der Quellwerte von δ13C von Crowley et al.46 und 127 neuen Pflanzen aus dem Südwesten Madagaskars zu berechnen.

Eierschalendicke, Eimasse und Vogelmasse von 65 Vögeln91 wurden verwendet, um phylogenetisch korrigierte Regressionen zu erstellen (Ergänzende Anmerkung 9). Schätzungen des Vorfahrenzustands für Eierschalendicke, Eimasse und Körpermasse wurden mit contMap92 im Phytools-Paket (v1.2-0) in R v.4.2.084 unter Verwendung von Referenzen für Eimasse und Eierschalendicke für paläognathische Arten durchgeführt (ausführlich in Ergänzende Anmerkung 9 und Ergänzender Code 1).

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Portfolio Reporting Summary.

Alle ergänzenden Methoden und Daten zu diesem Artikel finden Sie neben der Online-Version des Artikels und auf DataDryad (https://doi.org/10.5061/dryad.3j9kd51nc). Quelldaten für Abb. 1, 2, 3 und 4 sind in den Zusatzdaten 1–4, 6 und 10–11, 8 und 12 und 9 zu finden. Mitochondriale Genomsequenzen für die untersuchten Proben finden Sie auf GenBank (ncbi.nlm.nih.gov ; Beitritte OP413790, OP413791, OP413792, OP413793, OP413794, OP413795, OP413796, OP413797, OP413798, OP413799, OP413800, OP413801, OP413802, OP413803, OP41380 4, OP413805, OP413806, OP413807, OP413808, OP413809, OP413810, KJ749824, KJ749825, AP014697, AP014698). Short-Read-Daten wurden im Short Read-Archiv des NCBI (BioProject ID PRJNA880433) hinterlegt. Proteomikdaten wurden auf ProteomeXchange unter der Datensatzkennung PXD035725 hinterlegt. Eierschalenproben werden derzeit an der University of Colorado (Boulder) und der Curtin University (Westaustralien) aufbewahrt und werden 2023 dem University of Colorado Museum gespendet; In der Zwischenzeit sollten Anfragen für fossiles Material an GM Correspondence und Anfragen für andere Materialien an AG gerichtet werden

Der für die Rekonstruktion des Ahnenzustands verwendete Code ist im Ergänzungscode 1 zu finden und wurde auch auf DataDryad (https://doi.org/10.5061/dryad.3j9kd51nc) hinterlegt.

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Referenzen herunterladen

Diese Arbeit wurde durch ein Stipendium des Australian Research Council (ARC) finanziert, das JH gewährt wurde (DE120100107). MB wurde bei dieser Forschung durch ein ARC-Zukunftsstipendium (FT0991741) unterstützt. GF möchte der National Geography Society sowie dem Easterbrook Distinguished Scientist Award (von der Abteilung für Quartärgeologie und Geomorphologie der Geological Society of America) für die Finanzierung von Probensammelreisen in Madagaskar danken. Die Arbeit von BD wurde vom Ministerium für Universität und Forschung (Nachwuchsforscher „Rita Levi Montalcini“) unterstützt. Die Sammlungen von KD wurden durch Mittel des National Science Foundation Graduate Research Fellowship Program, des PEO Scholar Award, des Yale Institute of Biospheric Studies, des Yale MacMillan Center for International and Area Studies und des Yale Council on Archaeological Studies ermöglicht. Forschungsgenehmigungen wurden vom Ministère de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique, Autorisation Numéro 128/13-MESupReS/SG/DGRP und vom Centre de Documentation et de Recherche sur l'Art et les Traditions Orales Malgaches (CEDRATOM) erteilt. , unter der Schirmherrschaft des Memorandum of Understanding zwischen der University of Toliara, unter der Leitung von Dr. Barthélémy Manjakahery, Direktor des CEDRATOM, und der Yale University, unter der Leitung von Dr. Roderick McIntosh, Professor für Anthropologie. Forschungsgenehmigungen wurden auch Gifford Miller (University of Colorado, Boulder) von Direktor Jean-Aimé Rakotoarisoa vom L'Institut de Civilizations – Musée d'Art et d'Archéologie de l'Université d'Antananarivo (2006–2007) erteilt. Zur Durchführung von BLAST-Suchen wurden Rechenressourcen im Pawsey Supercomputing Center (WA) genutzt. Wir möchten Alison Devault von MYcroarry für ihre Unterstützung bei der Entwicklung von Anreicherungsködern danken. Unser besonderer Dank gilt dem Team des Morombe Archaeological Project (MAP) und den Menschen in Andavadoaka, Madagaskar, für ihre Hilfe beim Sammeln von Eierschalen. Die Autoren würdigen die Einrichtungen sowie die wissenschaftliche und technische Unterstützung der National Imaging Facility am Centre for Microscopy, Characterization and Analysis der University of Western Australia – einer Einrichtung, die von der Universität, den Bundesstaaten und den Commonwealth-Regierungen finanziert wird. MM und MC werden durch den Danish National Research Foundation Award PROTEIOS (DNRF128) unterstützt. Wir danken Prof. Jesper Velgaard Olsen vom Novo Nordisk Center for Protein Research für die Bereitstellung des Zugangs und der Ressourcen, die teilweise auch durch eine Spende der Novo Nordisk Foundation (Grant No. NNF14CC0001) finanziert wurden. Wir möchten auch den Tod von Professor Marilyn Fogel im Jahr 2022 würdigen und ihr für ihre Beiträge zur Stabilisotopenforschung danken.

Trace and Environmental DNA (TrEnD) Laboratory, School of Molecular and Life Sciences, Curtin University, Bentley, WA, 6102, Australien

Alicia Grealy und Michael Bunce

The Australian National Herbarium, CSIRO, Bldg 502 Clunies Ross Street, Acton, ACT, 2601, Australien

Alicia Grealy

INSTAAR und das Department of Geological Sciences, University of Colorado, Boulder, CO, 80309, USA

Gifford H. Miller

Vertebrate Evolution Group, School of Biology and Environmental Science, Queensland University of Technology, Brisbane, QLD 4000, Australien

Matthew J. Phillips

Integrity Ag & Environment, 10511 New England Highway, Highfields, QLD 4352, Australien

Simon J. Clarke

EDGE Institute, University of California Riverside, 900 University Ave, Riverside, CA, 92521, USA

Marilyn Fogel

Zentrum für Mikroskopie, Charakterisierung und Analyse, Harry Perkins Institute of Medical Research, The University of Western Australia, Crawley, WA, 6009, Australien

Diana Patalwala, Paul Rigby und Alysia Hubbard

National Imaging Facility, University of Western Australia, Crawley, WA, 6009, Australien

Diana Patalwala

Abteilung für Biowissenschaften und Systembiologie, Universität Turin, Via Accademia Albertina, 13, 10123, Turin, Italien

Beatrice Demarchi & Jorune Sakalauskaite

The Globe Institute, Fakultät für Gesundheits- und Medizinwissenschaften, Universität Kopenhagen, Oster Farimagsgade 5, Bygning 7.101, 1353, Kopenhagen, Dänemark

Matthew Collins, Meaghan Mackie und Jorune Sakalauskaite

McDonald Institute for Archaeological Research, University of Cambridge, 2.4 West Tower, Downing St, Cambridge, CB2 3ER, Großbritannien

Matthew Collins

Novo Nordisk Foundation Center for Protein Research, Abteilung für Biomedizinische Wissenschaften, Fakultät für Gesundheits- und Medizinwissenschaften, Universität Kopenhagen, Blegdamsvej 3B, 6.2, 2200, Kopenhagen, Dänemark

Meaghan Mackie

Villum Center for Biodiversity Genomics, Abteilung für Ökologie und Evolution, Abteilung für Biologie, Universität Kopenhagen, 2100, Kopenhagen, Dänemark

Josephine Stiller

Department of Geological Sciences, The University of Texas at Austin, 2275 Speedway Stop C9000, Austin, TX, 78712, USA

Julia A. Clarke & Lucas J. Legendre

Die Climate School, Columbia University, New York, NY, 10025, USA

Kristina Douglass

Institut für Zoologie, Zoological Society of London, Regent's Park, London, NW1 4RY, Großbritannien

James Hansford

Abteilung für Biowissenschaften, Northern Illinois University, DeKalb, IL, USA

James Hansford

Department of Earth Sciences, University College London, Gower Street, London, WC1E 6BT, Großbritannien

James Hansford

Forschungslabor für Archäologie und Kunstgeschichte, Universität Oxford, Oxford, OX12JD, Großbritannien

James Haile

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MB, GM und J.Haile konzipierten die Studie. MB betreute die Studie. AG und MB haben die Experimente entworfen. AG führte die genetischen Experimente durch. AG analysierte die genetischen Daten mit Unterstützung von MP; GM, KD und J. Hansford sammelten und lieferten Eierschalen für die genetische Analyse. GM führte die Datierungs-, Aminosäureracemisierungs- und Isotopenexperimente mit SC durch; AG analysierte die Isotopendaten mit Unterstützung von GM, SC und MF; KD führte Dating durch. DP führte die Mikro-CT- und 2D/3D-Analysen durch. AG analysierte die Mikro-CT-Daten. PR und AH führten konfokale Mikroskopie durch. BD, MC, MM, J.Sakalauskaite und J.Stiller führten alte Proteinexperimente durch und analysierten die Daten. LJL führte mit Unterstützung von JC Körpergrößenberechnungen und Rekonstruktionen des Ahnenzustands durch; AG hat das Manuskript mit Beiträgen von Co-Autoren verfasst. Die Veröffentlichung dieses Artikels wurde teilweise vom Open Access Fund der University of Colorado Boulder Libraries finanziert.

Korrespondenz mit Alicia Grealy oder Gifford H. Miller.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Nature Communications dankt Kieren Mitchell, Trevor Worthy und den anderen, anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Peer-Reviewer-Berichte sind verfügbar.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die Originalautor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht gesetzlich zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Grealy, A., Miller, GH, Phillips, MJ et al. Molekulare Untersuchung fossiler Eierschalen enthüllt verborgene Abstammungslinie eines ausgestorbenen Riesenvogels. Nat Commun 14, 914 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-36405-3

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Eingegangen: 04. August 2022

Angenommen: 31. Januar 2023

Veröffentlicht: 28. Februar 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-023-36405-3

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